Coloração ácido periódico-Schiff

A coloração Ácido Periódico de Schiff (PAS) é uma técnica utilizada na patologia e na histologia para identificar hidratos de carbono, como glicogênio, glicoproteína e proteoglicanos. Estas macromoléculas de carboidratos podem ser encontradas em tecidos conjuntivos, lâminas basais e muco.  Algumas mucinas que contêm mucinas neutras na sua composição são potencialmente positivas ao PAS.

A reação do ácido periódico seletivamente oxida os resíduos de glicose presentes no tecido e  produz aldeídos, que por sua vez reagem com o reagente de Schiff e produzem uma cor púrpura-magenta.

Nesta técnica utiliza-se também o corante hematoxilina, para corar as proteínas, ricas em radicais amina, como os núcleos, o retículo endoplasmático rugoso e ácidos nucleicos, o que facilita a visualização do tecido ao microscópio.

A técnica histoquímica do ácido periódico + reagente de Schiff (PAS) cora as mucinas em magenta devido à sua riqueza em grupos açúcar (dois OHs em carbonos vizinhos). Aqui revela mucina nos espaços perivasculares. Créditos: Neupatimagem-UNICAMP.

Protocolo da técnica:

 Antes do corte do tecido fixado na lâmina ser corado, a parafina presente deve ser removida através de um processo chamado desparafinização, que pode ser realizado em uma estufa. Nela, a lâmina permanece por cerca de 02 horas na temperatura de 80°C.

– Após o processo de desparafinização, a lâmina passa por uma bateria de coloração:

1. Xilol I – Desparafinização: 10 minutos – o xilol dissolve a parafina;

2. Xilol II – Desparafinização: 05 minutos;

3. Álcool I – Hidratação: 03 minutos – o álcool hidrata o tecido, pois os corantes são solúveis em água, então é necessário retirar o xilol do tecido e substituí-lo por água;

4. Álcool II – Hidratação: 03 minutos;

5. Água corrente – cuba de vidro externa: passagem;

6. Água destilada – cuba de vidro externa: passagem;

7. Colocar a lâmina em uma bandeja para coloração e pingar sobre o tecido o ácido periódico a 5%: deixar por 15 minutos;

8. Lavar em água corrente – Cuba de vidro externa: 10 minutos;

9. Colocar a lâmina novamente em uma bandeja para coloração e pingar o Reativo de Schiff sobre o tecido: deixar por 15 minutos;

10. Lavar em água corrente – Cuba de vidro externa: 10 minutos;

11. Hematoxilina de Harris: 03 minutos – Obs: lembrar de filtrar a solução de hematoxilina antes de corar;

12. Lavar em água corrente – Cuba de vidro externa: 10 minutos;

13. Álcool I – desidratação: 03 minutos – Processo de retirada de água do tecido para aumentar o tempo de duração do corte histológico;

14. Álcool II – desidratação: 03 minutos;

15. Álcool III – desidratação: 03 minutos;

16. Xilol I – desidratação: 03 minutos;

17. Xilol II – montagem: aplicar uma gota de bálsamo sobre a lamínula e retirar a lâmina do xilol. Então limpar o lado que não possui o tecido com uma gaze e, de forma delicada, colocar a lâmina sobre a lamínula (com o tecido voltado para a lamínula) e pressionar levemente até o balsamo preencher toda a superfície da lamínula. Deixe secar por 12 horas.


Referências

  1. JUNQUEIRA, L.C.; CARNEIRO, José. Histologia Básica. 9 ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 1999.
  2. PIRES, M. dos Anjos. et. al.  Atlas de Patologia Veterinária. Lidel. Porto. 2004, p. 157-171.
Juliana Dalbó

Juliana Dalbó

Biomédica, formada pela UNES - Faculdade do Espírito Santo, com especialização em Gestão em Saúde Pública e Meio Ambiente pela Universidade Cândido Mendes - UCAM. Atualmente cursa doutorado em Biotecnologia na Universidade do Espírito Santo pela RENORBIO - Rede Nordeste de Biotecnologia.
Juliana Dalbó

Últimos posts por Juliana Dalbó (exibir todos)

Juliana Dalbó

Biomédica, formada pela UNES - Faculdade do Espírito Santo, com especialização em Gestão em Saúde Pública e Meio Ambiente pela Universidade Cândido Mendes - UCAM. Atualmente cursa doutorado em Biotecnologia na Universidade do Espírito Santo pela RENORBIO - Rede Nordeste de Biotecnologia.

%d blogueiros gostam disto: